SylabUZ
| Course name | Molecular biology techniques |
| Course ID | 13.9-WB-BMD-TBM-W-S14_pNadGenI2Q8V |
| Faculty | Faculty of Biological Sciences |
| Field of study | Biology / Biologia molekularna |
| Education profile | academic |
| Level of studies | Second-cycle studies leading to MS degree |
| Beginning semester | winter term 2016/2017 |
| Semester | 1 |
| ECTS credits to win | 7 |
| Course type | obligatory |
| Teaching language | polish |
| Author of syllabus |
|
| The class form | Hours per semester (full-time) | Hours per week (full-time) | Hours per semester (part-time) | Hours per week (part-time) | Form of assignment |
| Lecture | 15 | 1 | - | - | Exam |
| Laboratory | 45 | 3 | - | - | Credit with grade |
Wykład z technik biologii molekularnej ma za zadanie omówienie technik wykorzystywanych do badania kwasów nukleinowych, pokazanie możliwości doboru odpowiedniej techniki w zależności od postawionego celu, przedstawienie możliwości wykorzystania technik biologii molekularnej w badaniu różnorodności organizmów. Zajęcia laboratoryjne mają na celu przekazanie praktycznej wiedzy na temat podstawowych technik biologii molekularnej, przygotowanie studentów do samodzielnego wykonywania takich eksperymentów jak: izolacja i oczyszczanie materiału genetycznego, przeprowadzenie reakcji PCR, przygotowanie komórek kompetentnych, transformacja komórek bakteryjnych. Student powinien nauczyć się właściwej interpretacji wyników i modyfikacji warunków eksperymentu.
Kurs prowadzony jest w oparciu o wiedzę z wcześniejszych wykładów z biochemii, genetyki i mikrobiologii.
Wykład: Najważniejsze odkrycia w biologii molekularnej. Metody badań genomów:- metody badania kwasów nukleinowych. Techniki wykorzystywane w analizach genomowych. Techniki elektroforetyczne w analizach DNA i RNA. Wykorzystanie enzymów restrykcyjnych. Klonowanie DNA: - rodzaje wektorów stosowanych do klonowania DNA, - dobór komórki gospodarza w zależności od stosowanego nośnika klonowanego DNA. Tworzenie map fizycznych genomów:– mapowanie restrykcyjne, - hybrydyzacja fluorescencyjna in situ (FISH), - mapowanie miejsc znaczonych sekwencyjnie. Techniki hybrydyzacji DNA-DNA. Powielanie fragmentu DNA – metoda PCR i jej warianty. Metody i strategie sekwencjonowania DNA. Identyfikacja mutacji i zmian polimorficznych. Wykrywanie znanych mutacji u człowieka. Metody przesiewowe. Mapowanie i identyfikacja genów. Analiza ekspresji genów: -badanie kwasów RNA, -odwrotna transkrypcja, -amplifikacja w czasie rzeczywistym (Real-time PCR). Interferencja RNA. Metody wyciszania ekspresji genów. Zajęcia laboratoryjne: Izolacja i oczyszczanie DNA. Metoda PCR i jej warianty: multiplex-PCR. Technika prowadzenia rozdziału elektroforetycznego kwasów nukleinowych. Oznaczanie stężenia i czystości preparatu DNA. Analiza restrykcyjna. Przygotowanie komórek kompetentnych. Przygotowanie wektora-izolacja DNA plazmidowego. Transformacja komórek kompetentnych. Ekspresjonowanie i oczyszczanie rekombinowanego białka oraz analiza jego nadekspresji w rozdziale SDS-PAGE.
Podająca (wykład w formie prezentacji multimedialnej). Praktyczna (ćwiczenia w sali laboratoryjnej wyposażonej w odpowiedni sprzęt i aparaturę badawczą).
| Outcome description | Outcome symbols | Methods of verification | The class form |
Wykład – warunkiem zaliczenia jest uzyskanie pozytywnej oceny z egzaminu pisemnego, trwającego 90 min, do którego student jest dopuszczony na podstawie zaliczonego laboratorium. Egzamin zawiera pytania otwarte i zamknięte, do zaliczenia na ocenę dostateczną konieczne jest uzyskanie 60% punktów możliwych do zdobycia. Laboratorium - warunkiem zaliczenia jest obecność na zajęciach, aktywny udział w ćwiczeniach, uzyskanie pozytywnych ocen z dwóch kolokwiów pisemnych w formie pytań otwartych i zamkniętych oraz ze sprawozdania (wymagane powyżej 60% punktów możliwych do zdobycia). Ocena końcowa to średnia arytmetyczna pozytywnych ocen cząstkowych.
Modified by dr Ewa Bok (last modification: 14-09-2016 12:05)
